Le virus Nipah (NiV) est un virus à ARN simple brin négatif enveloppé appartenant à la famille des Paramyxoviridae, genre Henipavirus. Il a été identifié pour la première fois en 1998 dans le village de Sungai Nipah en Malaisie. Son réservoir naturel est la chauve-souris du genre Pteropus, présente en Asie du Sud-Est, dans le Pacifique Sud et en Australie. Il est classé comme agent pathogène de niveau de biosécurité 4 (BSL-4).
L’OMS a enregistré 429 cas et 307 décès lors de 25 épidémies. Les principales régions touchées et leur ampleur sont les suivantes 1, 2).
Région/Année de l’épidémie
Nombre de cas
CFR
Malaisie 1998–1999
265 cas
38,5 %
Bangladesh 2001–2015 (17 épidémies)
261 cas
75,9 %
Inde (4 épidémies)
92 cas
73,9 %
Philippines 2014
17 cas
52,9 %
Les principales manifestations cliniques de l’infection par le virus Nipah sont des symptômes systémiques tels que fièvre et encéphalite, mais on sait qu’elle s’accompagne de complications ophtalmologiques et neuro-ophtalmologiques. Cet article se concentre sur ces caractéristiques ophtalmologiques.
QDans quelles régions le virus Nipah est-il endémique ?
A
Des épidémies répétées sont signalées principalement en Asie du Sud et du Sud-Est. Des foyers ont été confirmés en Malaisie, au Bangladesh, en Inde et aux Philippines, et les épidémies surviennent souvent dans des zones qui chevauchent l’habitat des chauves-souris frugivores, qui sont les hôtes naturels2).
Plusieurs complications oculaires survenant tardivement après l’infection par le NiV ont été rapportées.
Paralysie des nerfs crâniens
Paralysie du nerf oculomoteur (CN3) : observée chez 2 des 22 survivants. Apparition quelques mois à un an après l’infection initiale. 2 des 4 paralysies tardives des nerfs crâniens étaient des paralysies du CN3.
Paralysie du nerf abducens (CN6) : cause de diplopie persistante. Dans une revue systématique (92 cas), rapportée chez 3 patients (4,4%)1). Peut persister comme séquelle après la sortie de l’hôpital.
Autres complications oculaires
Syndrome de Horner : un cas rapporté de syndrome de Horner gauche (ptosis, myosis, anhidrose du front) survenu 9 mois après l’infection. L’électrophysiologie a montré une dénervation C8-T1, l’IRM une lésion médullaire C7.
Occlusion de branche de l’artère rétinienne (OBAR) : confirmée par angiographie à la fluorescéine chez un patient ayant signalé une vision floue unilatérale un mois après la sortie de l’hôpital.
La fréquence des manifestations oculaires dans une revue systématique (92 cas) est la suivante 1).
Cécité transitoire, syndrome de Horner, vision floue, ptosis bilatéral : au moins 1 cas chacun rapporté
QQuand les symptômes oculaires apparaissent-ils généralement ?
A
Les symptômes oculaires comprennent des symptômes aigus et tardifs. La paralysie nerveuse crânienne tardive peut apparaître plusieurs mois à un an après l’infection initiale. La BRAO a été rapportée comme survenant un mois après la sortie de l’hôpital, et un suivi ophtalmologique à long terme après la guérison est important.
Agent pathogène : Le NiV appartient à la famille des Paramyxoviridae, genre Henipavirus, avec deux souches principales : NiV-M (Malaisie) et NiV-B (Bangladesh). Les deux souches partagent 91,8 % d’homologie génomique, mais NiV-B provoque plus de symptômes respiratoires que NiV-M, a plus de transmission interhumaine et un CFR plus élevé (environ 75 % contre 40 %) 2).
Voies de transmission : Une revue systématique a montré que la transmission interhumaine par contact direct représentait 59,76 %, la zoonose 37,8 % et les aliments contaminés 2,44 % 1).
Chauve-souris → humain : La consommation de sève de palmier dattier ou de fruits contaminés est la principale voie.
Animal → humain : Contact avec des porcs infectés (cause principale de l’épidémie initiale en Malaisie), abattage de chevaux et consommation de viande de cheval (Philippines 2014) 2).
Humain→Humain : Gouttelettes, sécrétions respiratoires, contact avec les fluides corporels. Principale voie de transmission depuis le Bangladesh1, 2).
Facteurs de risque :
Contact étroit avec les porcs et les chevaux : Éleveurs de porcs, travailleurs d’abattoir2).
Consommation de sève de palmier dattier crue2).
Soignants et professionnels de santé : Risque d’infection nosocomiale1).
QComment prévenir l'infection par la sève de dattier ?
A
Couvrir le site de collecte de la sève pour empêcher le contact avec les chauves-souris est efficace. De plus, faire bouillir la sève crue avant consommation inactive le virus. Il est également recommandé de jeter les fruits présentant des marques de morsure de chauve-souris.
RT-PCR (étalon-or) : prélèvement d’échantillons par écouvillon pharyngé/nasal, liquide céphalorachidien (LCR), urine, sang. Une revue systématique a montré son utilisation dans 81,8 % des cas1).
Prélèvement et transport : prélèvement sécurisé, emballage triple conteneur, transport à 2-8 °C. Conservation au-delà de 48 h à -20 °C1).
Isolement viral : réalisé en laboratoire BSL-4 sur cellules Vero. L’effet cytopathique (ECP) est observable en 3 jours1).
IRM cérébrale : multiples petites lésions hyperintenses (2–7 mm) en séquence T2, prédominant dans la substance blanche sous-corticale et profonde, périventriculaire et le corps calleux.
Évaluation du syndrome de Horner : IRM cérébrale et ARM tête-cou (avec ou sans contraste) recommandées (critères de pertinence ACR).
Évaluation de la paralysie du CN3 : test des mouvements oculaires en forme de H, examen pupillaire à la lampe stylo.
Évaluation de la paralysie du CN6 : vérification de l’abduction dans chaque œil.
Évaluation du syndrome de Horner : instillation d’apraclonidine à 1 % (myosis → mydriase positive). Après confirmation du syndrome de Horner par instillation de cocaïne (4 à 10 %), utiliser la tyramine (1 à 2 %) ou l’hydroxyamphétamine (1 %) pour différencier les lésions préganglionnaires et postganglionnaires.
Réflexe oculo-céphalique : évaluation des mouvements oculaires conjugués lors de la rotation passive de la tête. Indicateur de la fonction du tronc cérébral.
BRAO : opacification rétinienne segmentaire et rétrécissement artériel à l’examen du fond d’œil. Confirmé par OCT et angiographie à la fluorescéine (FA).
Il n’existe pas de traitement approuvé contre l’infection par le NiV. Le traitement est principalement symptomatique (repos, hydratation, soutien des organes). Il n’existe pas non plus de traitement spécifique pour les complications ophtalmologiques.
C’est l’antiviral le plus étudié contre l’infection par le NiV.
Malaisie 1999 : une étude ouverte portant sur 140 cas a montré une corrélation avec une réduction de 36 % de la mortalité2).
La deuxième étude de cette épidémie (78 % des 94 cas ont reçu de la ribavirine) n’a pas montré de réduction significative de la mortalité2).
Kerala 2018 : 6 cas traités par ribavirine orale ont montré une réduction de 20 % de la mortalité par rapport au groupe non traité (mortalité de 100 %)1).
Expérimentation animale : ne prévient pas la mort mais peut la retarder jusqu’à 5 jours.
Le Centre national de contrôle des maladies de l’Inde recommande la ribavirine pour l’infection à NiV (non recommandée pour la prophylaxie post-exposition)2).
Posologie (selon les critères de la fièvre de Lassa de l’OMS) : dose de charge pédiatrique 30 mg/kg, adulte 2000 mg/kg, puis traitement de 10 jours1).
En 1999, à Singapour, il a été utilisé chez 9 travailleurs d’abattoir, dont 8 ont survécu. Cependant, la relation de cause à effet est inconnue 2). Il est envisagé en cas de suspicion d’encéphalite 1).
Au Kerala, 8 professionnels de santé ont reçu une prophylaxie par ribavirine et aucun n’a développé d’infection à NiV 2).
QExiste-t-il actuellement un médicament efficace contre l'infection par le virus Nipah ?
A
À l’heure actuelle, aucun médicament n’est approuvé pour l’infection par le NiV. La ribavirine a été corrélée à une réduction de la mortalité dans certaines études, mais son efficacité n’est pas établie. Le traitement symptomatique reste la pierre angulaire du traitement1, 2).
6. Physiopathologie et mécanisme détaillé de la maladie
Le NiV pénètre dans les cellules en deux étapes : la liaison au récepteur hôte et la fusion membranaire.
Protéine NiV-G : se lie aux récepteurs hôtes ephrine-B2 et ephrine-B3. L’éphrine-B2 est fortement exprimée dans les cellules endothéliales, le système vasculaire des muscles lisses, l’épithélium des voies respiratoires et les neurones, tandis que l’éphrine-B3 est abondante dans le SNC2).
Protéine F de NiV : médie la fusion membranaire indépendante du pH. La liaison de la protéine G à l’éphrine B déclenche l’activation de la protéine F, permettant la fusion membranaire2).
Après l’entrée par les voies nasales et buccales, la réplication initiale se produit dans l’épithélium des voies respiratoires (tissu lymphoïde, épithélium bronchiolaire). Après avoir franchi la barrière épithéliale, les leucocytes circulants transportent le virus via le sulfate d’héparane (sans infection des cellules elles-mêmes) 1).
Il existe deux mécanismes d’invasion du SNC2).
Dissémination hématogène : les cellules endothéliales infectées et les leucocytes traversent la barrière hémato-encéphalique (BHE).
Voie nerveuse olfactive : migration antérograde de la muqueuse olfactive vers le nerf olfactif puis le bulbe olfactif.
Mécanismes de la pathologie vasculaire et des complications oculaires
La pathologie centrale de l’infection par le NiV est la vascularite des petits vaisseaux2).
Nécrose endothéliale et infiltration inflammatoire : le virus infecte directement les cellules endothéliales, provoquant des effets cytopathiques.
Formation de syncytia : des cellules géantes multinucléées se forment. L’expression des glycoprotéines virales à la surface des cellules infectées est caractéristique1).
Plaques nécrotiques : observées dans presque tous les cas de parenchyme cérébral2).
La physiopathologie des complications oculaires est la suivante.
Lésion endothéliale due à une vascularite des petits vaisseaux → thrombose, ischémie et micro-infarctus dans l’œil et les voies visuelles.
La paralysie du CN3, la paralysie du CN6, le syndrome de Horner et la BRAO sont considérés comme étant causés par cette vascularite.
Le NiV échappe à la réponse immunitaire innée en inhibant l’activité de l’interféron, contribuant ainsi à un taux de létalité élevé1).
Lors de l’épidémie initiale en Malaisie, l’évolution a été rapide, avec une moyenne de 3,3 jours entre la fièvre et l’hospitalisation et de 9,5 jours entre la fièvre et le décès2).
7. Recherches récentes et perspectives futures (rapports en phase de recherche)
m102.4 (anticorps anti-NiV-G) : cible le site de liaison à l’éphrine-B2/B3 de la protéine G du NiV. Une administration intraveineuse 10 heures après l’exposition chez le furet a conféré une protection complète, et l’efficacité a été confirmée chez le singe vert d’Afrique. L’essai clinique de phase 1 est terminé2).
h5B3.1 (anticorps anti-NiV-F) : anticorps spécifique de la protéine NiV-F, dont l’efficacité a été démontrée dans un modèle de furet2).
Analogue nucléique
Remdésivir (GS-5734) : promédicament analogue nucléosidique de l’adénosine. Il montre une activité contre le NiV in vitro et améliore la survie après exposition chez le singe vert africain. Alors que le groupe témoin est décédé d’une insuffisance respiratoire sévère, le groupe traité n’a présenté que des symptômes respiratoires légers pendant 3 mois2).
Favipiravir (T-705) : analogue de la purine, inhibiteur de l’ARN polymérase ARN-dépendante. Son efficacité a été confirmée in vitro et dans un modèle de hamster syrien2).
HeV-sG-V (vaccin recombinant soluble de la glycoprotéine G du virus Hendra) est le candidat le plus avancé. Basé sur la protéine G du virus Hendra, il présente une identité d’acides aminés de 83 % avec NiV-G. Il a montré une protection de plus de 12 mois chez le furet, et une bonne sécurité ainsi qu’une forte immunogénicité ont été confirmées dans un essai de phase 1. Pour les chevaux, il est utilisé en Australie sous le nom d’« Equivac HeV » 2).
Les autres principaux candidats vaccins sont présentés ci-dessous 2).
ChAdOx1 NiV-B : vecteur adénoviral de chimpanzé. Protection complète chez le hamster contre NiV-B et NiV-M.
Vaccin à base de rVSV : vaccin rVSV exprimant la protéine G de NiV, protection complète chez 3 singes sur 3.
rMV-NiV-G : vaccin recombinant contre la rougeole, efficacité confirmée chez le singe.
Vaccin à ARNm (sHeVG) : ARNm de la protéine G du virus Hendra, protection partielle chez le hamster.
Vaccin VLP : particules pseudo-virales (VLP) des protéines G/F/M de NiV, protection et production d’anticorps neutralisants confirmées chez le hamster.
Alla D, Shah DJ, Adityaraj N, et al. A systematic review of case reports on mortality, modes of infection, diagnostic tests, and treatments for Nipah virus infection. Medicine. 2024;103(40):e39989.
Hauser N, Gushiken AC, Narayanan S, et al. Evolution of Nipah Virus Infection: Past, Present, and Future Considerations. Trop Med Infect Dis. 2021;6(1):24.
Liu L, Pan C, Chen Z, Zhang F, Guan W, Zeng A, et al. Mechanistic insights into Nipah virus 5’ UTR functionality reveal an antiviral target. J Gen Virol. 2025;106(8). PMID: 40880179.
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