Le virus de la fièvre de la vallée du Rift (RVFV) est un arbovirus à ARN simple brin tripartite appartenant au genre Phlebovirus, famille des Phenuiviridae, ordre des Bunyavirales 3). Le RVFV est l’agent causal de la fièvre de la vallée du Rift (FVR), une zoonose émergente transmise par les moustiques, qui infecte à la fois les humains et les ruminants 4).
La FVR a été signalée pour la première fois en 1930 dans la vallée du Rift au Kenya5). Elle s’est ensuite étendue à l’Afrique de l’Est, l’Afrique du Sud, l’Afrique de l’Ouest, l’Égypte et Madagascar, et en 2000, la première épidémie majeure a eu lieu dans la péninsule arabique (Arabie saoudite et Yémen)4). Lors de l’épidémie de 2000 en Arabie saoudite, environ 883 cas d’infection humaine ont été signalés, dont 124 décès4).
La grande majorité (90 à 98 %) des personnes infectées par le RVF restent asymptomatiques ou présentent des symptômes légers2). Chez les cas symptomatiques, les symptômes sont principalement de type grippal : fièvre, maux de tête, douleurs musculaires et articulaires1). Les cas graves surviennent chez 8 à 10 % des patients symptomatiques et se divisent en trois formes : fièvre hémorragique, encéphalite et maladie oculaire2). Les symptômes oculaires apparaissent chez 0,5 à 15 % des cas symptomatiques, mais lors de l’épidémie de 2000 en Arabie saoudite, 15 % des personnes infectées ont présenté des symptômes visuels4). Le taux de létalité chez les patients hospitalisés est rapporté à 21 % (IC à 95 % : 14-29)1).
Le ratio hommes-femmes est de 3,5:1, avec une prédominance masculine. Les facteurs de risque sont le contact direct avec des animaux infectés (agriculteurs, éleveurs) et l’exposition aux piqûres de moustiques.
Aucun cas de RVF n’a été signalé au Japon. Cependant, en cas de voyage dans une région où la RVF est endémique, il faut être attentif à l’apparition de symptômes après le retour. Il a également été suggéré que le changement climatique pourrait étendre la répartition des moustiques vecteurs5).
Les symptômes oculaires de la RVF apparaissent de manière unilatérale ou bilatérale 5 à 14 jours après l’apparition des symptômes généraux.
Dans une revue systématique, une vision trouble ou une cécité partielle a été observée chez 24 % (IC à 95 % 7–45 ; 11 études, 225 cas) des patients1).
Les signes oculaires de la RVF apparaissent à la fois dans le segment antérieur et le segment postérieur de l’œil.
Signes du segment antérieur
Conjonctivite hémorragique aiguë : hyperémie conjonctivale et hémorragies pétéchiales.
Uvéite antérieure : inflammation transitoire avec précipités rétrocornéens non granulomateux (KP, +1 à +3) et flare de la chambre antérieure. Disparaît généralement spontanément en 2 à 3 semaines.
Signes du segment postérieur
Rétinite maculaire et périmaculaire : signe oculaire le plus spécifique et fréquent. Observée comme une lésion nécrotique bien délimitée, entourée de plaques blanc laiteux aux contours flous. Accompagnée d’hémorragies rétiniennes.
Vascularite rétinienne : principalement une phlébite. Une artérite est rarement observée. Elle peut s’accompagner d’une occlusion artérielle ou d’un manchonnage vasculaire (sheathing).
Opacité du vitré : due à une infiltration de cellules dans le vitré.
Œdème et pâleur de la papille optique : observés dans les cas graves.
L’angiographie à la fluorescéine (FA) montre, en phase active, une hypofluorescence précoce des zones de rétinite, un retard de remplissage des veinules et artérioles, et une imprégnation tardive (staining) des vaisseaux et des lésions. La FA de suivi révèle, après quelques mois, des vaisseaux maculaires occlus, des occlusions vasculaires, des spasmes vasculaires et des fenêtres de transmission.
Le RVFV est principalement transmis par les moustiques des genres Aedes et Culex 3). On estime que 73 espèces de moustiques sont capables de transmettre le RVFV 5).
Les voies de transmission à l’homme sont les suivantes :
Lors des événements El Niño-Oscillation australe (ENSO), les sites de reproduction des moustiques augmentent, entraînant un cycle épidémique à grande échelle.
Selon les recommandations de l’OMS, les tests suivants sont utilisés pour le diagnostic confirmé de la FVR 5).
| Méthode d’examen | Objet | Remarques |
|---|---|---|
| RT-PCR | ARN viral | Efficace pendant la phase de virémie |
| ELISA (IgM/IgG) | Anticorps | Utilisé pour confirmation sérologique |
| Isolement viral | Virus vivant | Installation BSL3 requise |
La RT-PCR cible les segments L, S et M, et une sensibilité de détection de 10 copies/réaction a été rapportée pour la RT-LAMP5). Comme la virémie est transitoire, le diagnostic moléculaire seul ne suffit pas à confirmer les cas, et l’utilisation conjointe de tests sérologiques est recommandée5).
Le test de neutralisation par réduction de plages (PRNT) est la méthode de référence pour la détection des anticorps neutralisants5).
L’évaluation ophtalmologique est réalisée à l’aide des examens suivants.
Le diagnostic différentiel de la rétinite RVF est large. Les principaux diagnostics infectieux incluent la rétinite à cytomégalovirus, la nécrose rétinienne herpétique, la rétinite syphilitique, la rétinochoroidite toxoplasmique, et les rétinites dues aux virus West Nile, dengue et chikungunya. Les antécédents de voyage dans les zones d’endémie sont un indice important.
Les symptômes oculaires apparaissent généralement 5 à 14 jours après le début des symptômes systémiques de la FVR. Certains rapports indiquent une apparition entre 4 et 20 jours. L’uvéite antérieure disparaît généralement spontanément en 2 à 3 semaines.
Il n’existe actuellement aucun traitement spécifique approuvé par la FDA pour la FVR. Le traitement repose principalement sur des soins de soutien.
L’uvéite antérieure disparaît généralement spontanément en 2 à 3 semaines. La rétinite active, les hémorragies rétiniennes et la réaction vitréenne disparaissent souvent en 10 à 12 semaines. Cependant, la formation de cicatrices peut entraîner une déficience visuelle permanente, et une perte de vision est rapportée dans 40 à 50 % des cas de complications rétiniennes.
Le mécanisme des complications oculaires dans l’infection par le RVFV reste non élucidé : s’agit-il d’une réaction immunitaire ou d’une cytotoxicité virale directe ?
Les examens post-mortem rapportent une nécrose rétinienne localisée, accompagnée d’un manchon périvasculaire (perivascular cuffing) et d’une dégénérescence de l’épithélium pigmentaire rétinien (EPR) avec infiltration inflammatoire de cellules rondes. Cependant, la présence du virus dans les tissus oculaires n’a pas été démontrée.
Dans une étude expérimentale sur des rats Sprague-Dawley, le virus a été isolé de la rétine, du corps ciliaire, de la choroïde et du nerf optique après une infection sous-cutanée. Cette étude a montré que le RVFV a un tropisme pour le segment postérieur de l’œil et a démontré une augmentation des cytokines inflammatoires et du nombre de leucocytes dans les tissus oculaires.
Le génome du RVFV est constitué de trois segments : L (grand), M (moyen) et S (petit) 3). Le segment S a une polarité ambisens et code la protéine N (nucléocapside) et la protéine NSs. Le segment M code le précurseur des glycoprotéines (Gn et Gc) et la protéine NSm. Le segment L code l’ARN polymérase ARN-dépendante 3).
La protéine NSs est un facteur de virulence majeur agissant comme antagoniste de l’interféron de type I (IFN) 6). NSs supprime la transcription de l’ARNm de l’IFN-β de l’hôte et induit la dégradation post-traductionnelle de PKR (protéine kinase dépendante de l’ARN double brin), permettant une synthèse efficace des protéines virales 6). Ce mécanisme d’évasion immunitaire contribuerait à la gravité de la maladie.
Le RVFV cible les cellules dendritiques au début de l’infection et peut affecter leur maturation et leur migration 4). Les hépatocytes sont les principales cellules cibles de la RVF aiguë. Le RVFV présente une forte neurotropie chez de nombreuses espèces hôtes et provoque une encéphalite chez la souris, le rat, le hamster, les primates non humains et l’homme 4).
Les anticorps neutralisants ciblent les glycoprotéines Gn et Gc et deviennent détectables dans la semaine suivant l’infection 5). Le RVFV est un sérotype unique, et une protection croisée s’établit entre différentes lignées génétiques 4).
L’OMS a désigné le RVFV comme une maladie prioritaire à fort potentiel épidémique, mais aucun vaccin n’est actuellement approuvé pour l’homme 4). Plusieurs vaccins vétérinaires sont autorisés dans les pays où la maladie est endémique.
Alkan et al. (2023) ont présenté une revue complète du développement des vaccins contre la FVR, décrivant les candidats vaccins vivants atténués de nouvelle génération4). Les vaccins vivants atténués basés sur les souches MP-12 et Clone 13, ainsi que le vaccin à vecteur ChAdOx, sont considérés comme des candidats prometteurs. La vaccination avec MP-12 ou arMP12-ΔNSm21/384 a permis d’atteindre un taux de réduction des plaques supérieur à 80 % contre différentes souches génétiques du RVFV.
Wichgers Schreur et al. (2023) ont rapporté les perspectives des vaccins vivants atténués de nouvelle génération, y compris le vaccin RVFV à génome à quatre segments basé sur la technologie BunyaVax7). Le développement de ces vaccins progresse en vue d’une utilisation à la fois chez l’animal et chez l’homme.
Newman-Gerhardt et al. (2013) ont rapporté la possibilité qu’un mécanisme auto-immun soit impliqué dans le développement de la rétinite à RVF1). Le fait que la rétinite apparaisse tardivement par rapport aux symptômes généraux et que le virus ne soit pas détecté dans les tissus oculaires suggère l’implication d’un mécanisme immunologique.
Lapa et al. (2024) ont passé en revue l’état actuel des méthodes de diagnostic du RVFV5). La RT-LAMP montre une sensibilité élevée de 19 copies d’ARN/réaction et pourrait être utilisée comme outil de diagnostic au point de soins. En raison de la courte durée de la virémie, il est recommandé de combiner le diagnostic moléculaire et les tests sérologiques. L’application de la RT-qPCR multiplex et du séquençage de nouvelle génération est également à l’étude.
