Augenfarbstoffe

Auf einen Blick: Wichtige Punkte

Augenärztliche Färbemittel sind unverzichtbare Werkzeuge, die von der ambulanten Diagnostik bis zur chirurgischen Unterstützung weit verbreitet sind.
Fluorescein ist unerlässlich für den Nachweis von Hornhaut- und Bindehautepithelschäden, die Beurteilung des Tränenfilms, die Augeninnendruckmessung und die Fluoreszenzangiographie.
Lissamingrün eignet sich hervorragend zur Darstellung von Bindehautepithelschäden und verbreitet sich als Alternative zu Bengalrosa.
Bengalrosa ist hervorragend für die Früherkennung von Erkrankungen der Augenoberfläche geeignet, aber aufgrund von Reizung und Phototoxizität nimmt der tägliche Gebrauch ab.
Trypanblau (Kapsulorhexis), ICG (ILM), Triamcinolon (Glaskörper) und Brillantblau G (ILM) werden zur intraoperativen Gewebedarstellung verwendet.
Durch die Verwendung eines Blaufilters können mit Fluorescein-Färbung auch Bindehautepithelschäden deutlich beobachtet werden.
Bei der Fluoreszenzangiographie treten selten schwerwiegende Nebenwirkungen wie Anaphylaxie auf.

1. Was sind augenärztliche Färbemittel?

Augenärztliche Färbemittel (dyes in ophthalmology) sind Substanzen, die verwendet werden, um Augengewebe und Tränenfilm selektiv sichtbar zu machen. Sie werden in allen Bereichen der augenärztlichen Praxis eingesetzt, von der ambulanten Diagnostik bis zur Gewebeidentifikation im Operationssaal.

Sie lassen sich grob in zwei Kategorien nach ihrem Verwendungszweck einteilen.

Färbemittel für die Vorderabschnittsdiagnostik: Die drei wichtigsten sind Fluorescein, Lissamingrün und Bengalrosa. Sie sind unerlässlich für den Nachweis von Hornhaut- und Bindehautepithelschäden, die Beurteilung des Tränenfilms und die Diagnose des trockenen Auges.

Färbemittel für den hinteren Augenabschnitt und die Chirurgie: Dazu gehören Trypanblau, Indocyaningrün (ICG), Triamcinolonacetonid und Brillantblau G. Sie werden verwendet für die Kapsulorhexis-Färbung bei der Kataraktchirurgie, die Färbung der inneren Grenzmembran (ILM) bei der Vitrektomie und die Fluoreszenzangiographie (FFA/ICGA).

Jeder Farbstoff hat spezifische Färbeeigenschaften, Fluoreszenzwellenlängen und Gewebeaffinitäten. Eine gezielte Auswahl je nach Zweck ist wichtig.

2. Hauptarten von Farbstoffen und ihre Eigenschaften

Fluorescein

Es ist der klinisch am weitesten verbreitete Farbstoff. Es ist ein orangefarbener, wasserlöslicher Farbstoff, der leicht verfügbar, sicher und wenig reizend ist.

Fluoreszenzeigenschaften: Die maximale Absorptionswellenlänge liegt bei etwa 490 nm (blaues Licht). Bei Anregung emittiert es eine gelbgrüne Fluoreszenz von 520–530 nm. Die Beobachtung erfolgt mit einem Kobaltblaufilter, der blaues Licht auf das Auge wirft.

Färbeprinzip: Fluorescein färbt nicht die Zellen selbst, sondern die gestörten Zellzwischenräume. Das normale Hornhautepithel hat gut entwickelte Tight Junctions und wird kaum angefärbt. Epitheldefekte oder Bereiche mit erhöhter Wasserpermeabilität werden angefärbt.

Darreichungsformen und Konzentrationen:

Darreichungsform	Konzentration	Hauptanwendung
Teststreifen	0,6–1 mg	Oberflächenfärbung des Auges
Augentropfen	0,5–2 %	Oberflächenfärbung des Auges
Injektionslösung	10–20 %	Fluoreszenz-Fundusangiographie

Hauptanwendungen in der Klinik:

Nachweis von Hornhautepithelschäden (Geschwüre, Erosionen, Infektionen, superfizielle punktförmige Keratitis)
Messung der Tränenfilmaufreißzeit (BUT)
Beurteilung des Tränenmeniskus
Applanationstonometrie (Goldmann-Applanationstonometer)
Seidel-Test (Nachweis von Kammerwasserleck bei perforierender Augenverletzung)
Jones-Farbstoffverschwindetest (Überprüfung der Durchgängigkeit des Tränennasenkanals)
Fluoreszenz-Fundusangiographie (FFA)
Beurteilung der Kontaktlinsenanpassung

In Konzentrationen unter 3 % verursacht es keine Augenreizung. Bei topischer Anwendung ist es nicht augentoxisch und die erste Wahl für die Untersuchung des vorderen Augenabschnitts.

Lissamingrün

Es ist ein saurer synthetischer Lebensmittelfarbstoff. Es zeigt eine hohe Färbeaffinität zu toten Zellen, degenerierten Zellen und Schleimfäden und lokalisiert sich im Zellkern. In Bereichen, in denen die interzelluläre Adhäsion gestört ist, ist die Färbung verstärkt.

Absorptionseigenschaften: Absorptionspeak am roten Ende des sichtbaren Spektrums (630 nm). Bei Verwendung eines Rotfrei-Filters werden die transmittierten Wellenlängen absorbiert und die angefärbten Bereiche erscheinen schwarz.

Hervorragend zur Darstellung von Bindehautepithelschäden, bevorzugt für die Färbung der Bulbuskonjunktiva. Auch nützlich zur Beurteilung der Lidwiper-Epitheliopathie (LWE) und zur Beobachtung der Marx-Linie.

Weniger reizend und zytotoxisch als Bengalrosa. In den letzten Jahren hat es sich als Alternative zu Bengalrosa durchgesetzt. Konzentrationen über 2 % verursachen jedoch Unbehagen. Es ist nicht mit Kontaktlinsen kompatibel, daher nach Gebrauch mit Kochsalzlösung spülen.

Bengalrosa

Halogeniertes Derivat von Fluorescein. Es färbt das von Mucin bedeckte Hornhaut- und Bindehautepithel sowie degenerierte Zellen. Es wird an Stellen aufgenommen, an denen der Schutz durch den präokularen Tränenfilm unzureichend ist.

Gilt als anderen Farbstoffen bei der Früherkennung von Augenerkrankungen überlegen und wurde zur Beurteilung von trockenem Auge, superiorer limbischer Keratokonjunktivitis und epithelialem Herpes eingesetzt. Es hat eine gewisse antivirale Aktivität gegen Herpes-simplex-Virus-1, jedoch nicht zu therapeutischen Zwecken.

Es hat jedoch viele Nachteile. Es ist phototoxisch und verursacht selbst bei 1%iger Lösung sofort stechende Schmerzen und Brennen. Vor der Färbung ist eine topische Anästhesie erforderlich. Die Färbung bleibt leicht auf der Bindehaut und der periorbitalen Haut zurück; nach der Untersuchung sofort spülen. Bereits das Vorhandensein von künstlichen Tränen beeinträchtigt die Aufnahme des Farbstoffs.

In Japan sind Teststreifen nicht im Handel erhältlich; es wird eine 1%ige selbst hergestellte Lösung verwendet. Aufgrund der vielen Nachteile gegenüber den Vorteilen nimmt der tägliche Gebrauch ab, und es wird zunehmend durch Lissamingrün oder Fluorescein-Färbung mit Blaufrei-Filter ersetzt.

Fluorescein

Ziel: Hornhautepithelschäden, Tränenfilm

Fluoreszenzwellenlänge: Absorption bei 490 nm → Emission bei 520–530 nm

Vorteile: Vielseitig und sicher. Einfach mit Teststreifen anwendbar.

Filter: Kobaltblau + Blaufrei-Filter

Lissamingrün

Ziel: Bindehautepithelschäden, LWE, Marx-Linie

Absorptionswellenlänge: 630 nm

Vorteile: Optimal für die Bindehautanfärbung. Weniger reizend als Bengalrosa

Filter: Rotfreier Filter

Bengalrosa

Ziel: Muzin-defiziente Bereiche, degeneriertes Epithel

Eigenschaft: Halogenderivat von Fluorescein

Vorteile: Hervorragend zur Früherkennung von Erkrankungen der Augenoberfläche

Nachteile: Phototoxisch. Starke Reizung, Verwendung rückläufig

Q Wie unterscheidet man die Verwendung von Fluorescein und Lissamingrün?

Fluorescein ist optimal zur Erkennung von Hornhautepithelschäden und zur Beurteilung des Tränenfilms. Lissamingrün eignet sich hervorragend zur Darstellung von Bindehautepithelschäden und ist nützlich zur Beurteilung der Lidwiper-Epitheliopathie und der Marx-Linie. Bei der genauen Beurteilung des trockenen Auges wird manchmal eine „Doppel-Vitalfärbung“ mit beiden durchgeführt. Dabei werden gleichzeitig ein Fluorescein-Streifen und zwei Lissamingrün-Streifen appliziert.

Chirurgische Farbstoffe

In der Chirurgie des hinteren oder vorderen Augenabschnitts werden Farbstoffe verwendet, um schwer sichtbare Gewebe anzufärben und die Operation zu erleichtern.

Trypanblau: FDA-zugelassener Farbstoff zur Vorderkapselanfärbung (0,06 %). Er durchdringt die Kapsel nicht, sodass die Vorderkapsel im Kontrast zur ungefärbten Linsenrinde sichtbar wird. Besonders nützlich bei abgeschwächtem Rotreflex oder Zonulainsuffizienz. Nicht toxisch für das Hornhautendothel, auch bei kindlicher Kataraktchirurgie sicher. Wird auch bei DSEK (Descemet-Stripping-Endothel-Keratoplastik) und DALK (tiefe anteriore lamelläre Keratoplastik) verwendet. Vorsicht: Hydrophile Acryl-IOL können dauerhaft angefärbt werden.

Indocyaningrün (ICG): Zeigt hohe Affinität zu Kollagen Typ IV und Laminin, wird zur ILM-Anfärbung (0,05–0,5 %) verwendet. Bei intravenöser Injektion binden 98 % an Plasmaproteine, diffundieren nicht aus den Gefäßen und werden in der ICG-Angiographie (ICGA) zur Darstellung der Aderhautgefäße genutzt. Netzhauttoxizität durch Zersetzung ist problematisch und wird durch Lichteinwirkung verstärkt. Die intraokulare Anwendung ist FDA-nicht zugelassen. Jodfreies Infracyaningrün (IFCG) wird als weniger toxische Alternative untersucht.

Triamcinolonacetonid: Synthetisches, wasserunlösliches Steroid (40 mg/ml), das als weiße Kristalle an azelluläre Gewebe wie Glaskörper und Membrana limitans interna bindet. Erleichtert die Visualisierung und Ablösung des hinteren Glaskörpers während der Vitrektomie. Auch nützlich zur Bestätigung von Glaskörperfäden in der Vorderkammer bei hinterem Kapselriss während der Kataraktchirurgie. Keine Netzhauttoxizität berichtet, aber Risiko von Kataraktprogression und Augeninnendruckerhöhung.

Brillantblau G: Farbstoff (0,025 %) mit selektiver Affinität zur ILM, von der FDA für die ILM-Färbung zugelassen. Es färbt ERM nicht, sodass bei Vorhandensein von ERM eine „Negativfärbung“ möglich ist, bei der das ERM vor dem blauen Hintergrund der ILM hervortritt. Wird auch für die „Doppelfärbung“ verwendet, bei der nach der ERM-Peelung erneut injiziert wird, um die ILM zu färben. Sicherer als ICG.

Trypanblau

Konzentration: Vorderkapsel 0,06 %, hinterer Augenabschnitt 0,15 %

Ziel: Vorderkapsel, Tenon-Kapsel, ERM

FDA: Zugelassen

Hinweis: Dauerhafte Färbung hydrophiler IOL

ICG

Konzentration: IV 40 mg/2 ml, ILM 0,05–0,5 %

Ziel: ILM, Aderhautgefäße (ICGA)

FDA: Nicht für intraokulare Anwendung zugelassen

Hinweis: Netzhauttoxizität durch Abbau

Brillantblau G

Konzentration: ILM-Färbung 0,025 %

Ziel: ILM (selektiv)

FDA: Zugelassen

Merkmale: Negativfärbung und Doppelfärbung

Weitere Farbstoffe, wie Bromphenolblau (0,13–0,2 %, ILM- und ERM-Färbung, nicht von der FDA zugelassen) und Patentblau (0,25 %, mittlere Affinität für ERM, geringe für ILM, nicht von der FDA zugelassen), werden gelegentlich in der vitrektomischen Chirurgie verwendet. Beide gelten als weniger retinaltoxisch als ICG, aber die Datenlage ist begrenzt.

3. Klinische Anwendung und Verwendung von Farbstoffen

Beurteilung von Hornhaut- und Bindehautepithelschäden

Die Fluorescein-Färbung ist die grundlegendste Untersuchungsmethode zur Beurteilung von Erkrankungen des vorderen Augenabschnitts.

Tipps zur Färbetechnik: Bei der Fluorescein-Färbung als Tränentest ist es wichtig, das Tränenvolumen so wenig wie möglich zu verändern. Geben Sie 1–2 Tropfen Kochsalzlösung auf den Fluorescein-Teststreifen, schütteln Sie ihn gut und wringen Sie das Wasser aus. Führen Sie die Färbung durch, indem Sie den Streifen leicht den Rand des unteren Tränenmeniskus berühren lassen, ohne das Auge direkt zu berühren. Wenn Sie den Streifen senkrecht halten, kann die Tropfenmenge weiter minimiert werden. Topische Anästhetika können feine Epithelschäden verursachen; es ist besser, sie nicht zu verwenden.

Beobachtung unmittelbar nach der Färbung: Bereiche mit Epitheldefekten und Ablösung des oberflächlichen Epithels werden angefärbt. Bei Hornhautgeschwüren wird das Ausmaß des Geschwürs deutlich, was für die Beurteilung der Schwere und des Therapieverlaufs nützlich ist. Bei Hornhautinfektionen werden dendritische Läsionen der Herpeskeratitis und pseudodendritische Läsionen der Acanthamoeba-Infektion deutlich sichtbar.

Verzögerte Anfärbung: Ein Phänomen, das 1 Minute oder später nach der Färbung auftritt. Auch ohne Epitheldefekt kann Fluorescein bei verminderter Tight-Junction-Funktion (z. B. durch Medikamententoxizität) in das Epithel eindringen und diffundieren, was zu einer Anfärbung führt. Dadurch werden Bereiche mit schlechter Adhäsion bei rezidivierender Hornhauterosion, Stellen des Eindringens von Bindehautepithel in die Hornhaut und Bereiche mit gestörter Barrierefunktion bei toxischer Keratopathie nachgewiesen.

Beobachtung von Bindehautepithelschäden: Auf der Bindehaut verringert der weiße Hintergrund den Kontrast von Fluorescein. Dieses Problem kann durch die Verwendung eines Blaufrei-Filters (Filter, der Licht über 520–530 nm durchlässt) gelöst werden. Mit einem Blaufrei-Filter können Bindehautepithelschäden genauso gut oder besser als mit Bengalrosa-Färbung nachgewiesen werden, sodass auf Bengalrosa verzichtet werden kann.

Bewertung: Für die Diagnose und Schweregradbeurteilung des Trockenen Auges wird gemäß den Diagnosekriterien von 2006 die Anfärbung in drei Quadranten (temporale Bindehaut, Hornhaut, nasale Bindehaut) mit 0–3 (vier Stufen) bewertet, und ein Gesamtscore von 3 oder mehr von 9 gilt als abnormal. Die NEI-Skala (National Eye Institute) bewertet die Hornhaut in 5 Zonen mit 0–15 Punkten.

Beurteilung des Tränenfilms

Tränenfilmaufreißzeit (BUT): Nach Fluorescein-Färbung wird die Zeit in Sekunden gemessen, die vom Öffnen der Augenlider bis zum Aufreißen des Tränenfilms vergeht. ≤5 Sekunden gelten als abnormal. Lassen Sie die Augenlider leicht schließen und dann schnell öffnen; dreimal messen und den Durchschnitt bilden. Starkes Schließen der Lider komprimiert die Meibom-Drüsen und verändert die Lipidschicht, daher Vorsicht.

Tränenfilmaufreißmuster: In den letzten Jahren hat sich das Konzept der TFOD (Tränenfilm-orientierte Diagnose) verbreitet. Bei der BUT-Messung wird das Aufreißmuster des Tränenfilms in 6 Typen eingeteilt, die für die Subtyp-Diagnose des Trockenen Auges und die Therapieauswahl (TFOT) genutzt werden.

Muster	Merkmal	Hinweis auf Pathologie
area break	Flächiger Aufriss	Tränenmangeltyp
line break	Vertikale Linie im unteren Hornhautbereich	Verminderte Tränenmenge
spot break	Punktförmiger Aufriss	Hornhautoberflächenanomalie

Area break zeigt eine extreme Verminderung der Tränenmenge an und erfordert das Einsetzen von Punctum-Plugs. Line break spiegelt eine Ausdünnung des Tränenfilms wider, spot break eine Anomalie der Benetzbarkeit der Hornhautoberfläche.

Applanationstonometrie

Bei der Goldmann-Applanationstonometrie ist die Fluorescein-Färbung obligatorisch. Nach Einsetzen des Blaufilters und Kontakt des Applanationprismas mit der Hornhaut werden oben und unten zwei Halbkreise aus Fluorescein beobachtet. Der Augeninnendruck wird abgelesen, indem die Trommel so eingestellt wird, dass sich die inneren Ränder der beiden Halbkreise berühren. Die Breite der Halbkreise sollte etwa 1/10 des Durchmessers von 3,06 mm (ca. 0,2 mm) betragen. Übermäßige Färbung führt zu breiteren Halbkreisen und einem höheren gemessenen Druck, während unzureichende Färbung zu einem niedrigeren Druck führt.

Fluoreszenzangiographie des Augenhintergrundes

Fluorescein-Fluoreszenzangiographie (FFA): Intravenöse Gabe von 10% oder 20% Fluorescein. Etwa 70% des Fluoresceins binden an Plasmaproteine, der Rest liegt frei vor. Mit einem Kobaltblau-Anregungsfilter wird das Fluorescein in Netzhaut und Aderhaut angeregt, und ein gelbgrüner Sperrfilter absorbiert das reflektierte blaue Licht, sodass nur die Fluoreszenz aufgenommen wird. Anwendung zur Beurteilung vieler Erkrankungen wie diabetischer Retinopathie, Netzhautvenenverschluss, altersbedingter Makuladegeneration und Makulaischämie. Bei eingeschränkter Nierenfunktion die Dosis auf die Hälfte oder weniger reduzieren.

ICG-Fluoreszenzangiographie (ICGA): ICG bindet zu 98% an Plasmaproteine und diffundiert daher kaum aus den Gefäßen. Da es mit Infrarotlicht (nahes Infrarot) angeregt wird, können auch bei Trübungen der brechenden Medien klarere Bilder als bei der FFA gewonnen werden. Hervorragend zur Darstellung der Aderhautgefäße, eingesetzt bei polypoidaler Aderhautvaskulopathie (PCV), choroidaler Neovaskularisation und hinterer Uveitis. ICG wird über die Leber in die Galle ausgeschieden, daher auch bei Dialysepatienten anwendbar.

4. Anwendungshinweise und Nebenwirkungen

Hinweise zur Färbung des vorderen Augenabschnitts

Färbereihenfolge: Die Bengalrosa-Färbung selbst verschlechtert Hornhaut- und Bindehautepithelschäden. Daher immer zuerst die Fluorescein-Färbung durchführen, ausreichend beobachten und dann zur Bengalrosa-Färbung übergehen.

Fluorescein: Bei lokaler Anwendung in Konzentrationen unter 3% sicher ohne Augenreizung oder Toxizität. Da es weiche Kontaktlinsen anfärbt, während des Tragens vermeiden.

Lissamingrün: Nicht mit Kontaktlinsen kompatibel, daher nach Gebrauch mit Kochsalzlösung spülen.

Bengalrosa: Phototoxisch und die Färbung bleibt leicht bestehen, daher nach der Untersuchung das Auge sofort spülen. Vor der Färbung ausreichende topische Anästhesie durchführen.

Nebenwirkungen der Fluoreszenzangiographie

Bei der Fluorescein-Fluoreszenzangiographie (FFA) wird Fluorescein intravenös verabreicht, daher können systemische Nebenwirkungen auftreten.

Nach der Untersuchung wird der Urin leuchtend gelb und die Haut verfärbt sich für 2–3 Stunden gelb. Erklären Sie vorab, dass der gefärbte Urin bis zum nächsten Tag anhalten kann. Selten kann Fluorescein in die Haut eindringen und einen Pseudoikterus (Pseudojaundice) verursachen²⁾. In der medizinischen Literatur wurden insgesamt 11 Todesfälle im Zusammenhang mit Fluorescein berichtet²⁾. Als Mechanismen der Nebenwirkungen werden Vagalreflex, Arzneimittelallergie, Histaminfreisetzung, angstbedingte medulläre sympathische Entladung und direkte vasospastische toxische Wirkung vorgeschlagen²⁾.

Q Welche Nebenwirkungen hat die Fluorescein-Angiographie (FFA)?

Leichte Nebenwirkungen umfassen Übelkeit, Erbrechen, Urtikaria und Juckreiz, die bei etwa 10 % der Patienten auftreten. Schwerwiegende Nebenwirkungen umfassen einen anaphylaktischen Schock (etwa 1 von 10.000), mit berichteten Todesfällen. Nach der Untersuchung sind eine Gelbfärbung der Haut und gefärbter Urin vorübergehend und harmlos. Selten wurde ein Pseudoikterus mit Hautfluoreszenz berichtet. Bei Patienten mit allergischer Veranlagung ist besondere Vorsicht geboten.

Vorsichtsmaßnahmen für chirurgische Farbstoffe

Trypanblau: Wenn nicht schnell ausgespült, färbt es den Glaskörper und die hintere Kapsel. Verschwindet normalerweise innerhalb von 1–2 Wochen. Risiko einer permanenten Färbung von hydrophilen Acryl-IOLs, nicht von der FDA empfohlen.

ICG: Filtration erforderlich, um ungelöste Partikel zu entfernen. Lichteinwirkung verstärkt die Netzhauttoxizität. Kann durch ein Makulaloch hindurch das RPE schädigen. Es gibt Berichte über permanente Ablagerungen auf der Papille. In den mit Flüssigkeit gefüllten hinteren Augenabschnitt injizieren, um den Kontakt mit der Makula zu minimieren.

Triamcinolon: Kann bis zu 40 Tage im Glaskörper verbleiben. Risiko von Kataraktprogression und erhöhtem Augeninnendruck. Es gibt Berichte über Endophthalmitis, Hypopyon und Pseudo-Hypopyon.

5. Färbeprinzipien und Fluoreszenzeigenschaften

Fluoreszenzmechanismus von Fluorescein

Fluoreszenz ist ein Phänomen, bei dem ein Molekül Licht einer niedrigeren Wellenlänge absorbiert und Licht einer höheren Wellenlänge emittiert. Fluorescein absorbiert blaues Licht bei etwa 490 nm und emittiert gelb-grüne Fluoreszenz bei 520–530 nm.

Klinisch wird mit blauem Licht durch einen Kobaltblaufilter angeregt. Die maximale Transmission des Kobaltblaufilters liegt jedoch bei 390–410 nm, was nicht der maximalen Absorptionswellenlänge von Fluorescein (490 nm) entspricht, sodass die Anregung nicht optimal ist¹⁾. Die Verwendung eines Blaufrei-Filters (Transmission über 520–530 nm) im Beobachtungssystem schneidet reflektiertes blaues Licht ab und verbessert den Fluoreszenzkontrast.

Färbeprinzipien der einzelnen Farbstoffe

Fluorescein: Der Öl/Wasser-Verteilungskoeffizient beträgt 0,5–0,6, sodass es theoretisch die Zellmembran in gewissem Maße durchdringen kann. Die oberflächlichen Zellen des normalen Hornhautepithels haben jedoch gut entwickelte Tight Junctions, sodass es nicht interzellulär hindurchtritt. Zudem ist die normale Hornhaut mit Mucin bedeckt, sodass sie kaum angefärbt wird. Bei Epitheldefekten haftet Fluorescein an der Basalmembran und fluoresziert; in Bereichen mit eingeschränkter Barrierefunktion dringt es im Laufe der Zeit allmählich ein (verzögerte Anfärbung).

Das Bindehautepithel hat eine schwächere Barrierefunktion als das Hornhautepithel; mit der Zeit dringt Fluorescein hindurch und färbt die gesamte Bindehaut an. Daher müssen die Befunde unmittelbar nach der Anfärbung erhoben werden. Dieser Permeabilitätsunterschied ermöglicht die Unterscheidung zwischen Hornhaut- und Bindehautepithel (Darstellung der Marx-Linie, Identifikation des Ausmaßes der Bindehautinvasion).

Rose Bengal und Lissamingrün: Beide färben das korneokonjunktivale Epithel, dem die Mucinschicht fehlt, sowie degenerierte Zellen an. Die Färbeeigenschaften von Rose Bengal und Lissamingrün sind nahezu gleich, aber klinisch ist Lissamingrün weniger reizend und besser geeignet für den Nachweis von Bindehautepithelschäden.

ICG: Es zeigt eine hohe Affinität zu Kollagen Typ IV und Laminin. Diese sind in der inneren Grenzmembran (ILM) der Netzhaut in hoher Konzentration vorhanden, sodass die ILM selektiv angefärbt wird. Bei intravenöser Injektion sind 98 % an Plasmaproteine gebunden und diffundieren nicht aus den Gefäßen – das Prinzip der ICGA. Allerdings führt die Zersetzung zu einer selbstsensibilisierten Oxidation, die Netzhauttoxizität verursacht.

Brillantblau G: Es wird selektiv in die ILM aufgenommen, nicht jedoch in die epiretinale Membran (ERM). Diese Eigenschaft ermöglicht eine Negativfärbung (die ERM hebt sich vor dem blauen Hintergrund der ILM ab).

6. Aktuelle Forschung und Zukunftsperspektiven

Fluorescein-Korneographie (FCG)

Die konventionelle Beurteilung der Fluorescein-Anfärbung mittels Spaltlampe hat Einschränkungen wie die begrenzten Anregungseigenschaften des Kobaltblaufilters, die durch die Hornhautkrümmung eingeschränkte Tiefenschärfe, den Einfluss der Irisfarbe und die Beobachterabhängigkeit ¹⁾.

Soifer et al. entwickelten die „Fluorescein-Korneographie (FCG)“ durch die Übertragung des Fluoreszenzangiographie-Modus (FA) des optischen Kohärenztomographen (OCT, Heidelberg Spectralis II) auf die Hornhautbildgebung ¹⁾. Der Spectralis II verwendet einen 490-nm-Laser für optimale Anregung und einen Sperrfilter um 525 nm zur selektiven Aufnahme der Fluoreszenz ¹⁾. Mit einer 55°-Linse kann die gesamte Hornhaut (von Limbus zu Limbus) in einem Bild fokussiert werden ¹⁾.

In einer Validierungsstudie mit 50 Patienten mit trockenem Auge und 10 gesunden Probanden zeigte die FCG eine hohe Interrater-Übereinstimmung im Vergleich zu Spaltlampenbildern. Der Intraklassenkorrelationskoeffizient (ICC) für den Hornhautfärbungsscore nach der NEI-Skala betrug 0,96 für die FCG und 0,86 für die Spaltlampe (p<0,001) ¹⁾.

Bei Patienten mit heller Iris war der Score des Spaltlampenbildes signifikant niedriger als bei der FCG (6,11 vs. 8,94; p=0,026), bei dunkler Iris gab es jedoch keinen Unterschied (8,16 vs. 8,25; p=0,961)¹⁾. An der Spaltlampe stört die Reflexion des blauen Lichts, die mit der hellen Iris verwechselt wird, die Erkennung von PEE, während die FCG unabhängig von der Irisfarbe ist¹⁾.

Da die FCG weit verbreitete OCT-FA-Geräte nutzt, hat sie das Potenzial, die Standardisierung, Quantifizierung und Automatisierung der Hornhautfärbung sowohl in der klinischen Forschung als auch in der täglichen Praxis zu realisieren¹⁾.

Q Was ist der Unterschied zwischen der Fluorescein-Korneographie (FCG) und herkömmlichen Beobachtungsmethoden?

Die FCG ist eine neue Technik, die den Fluoreszenzangiographie-Modus von OCT-Geräten für die Hornhautbildgebung nutzt. Durch optimale Anregung von Fluorescein mit einem 490-nm-Laser und Entfernung des reflektierten Lichts durch einen Sperrfilter kann sie Hornhautepitheldefekte mit höherer Empfindlichkeit und Kontrast als die Spaltlampe erkennen. Große Vorteile sind die Unabhängigkeit von der Irisfarbe und eine hohe Interrater-Übereinstimmung (ICC 0,96 vs. 0,86).

7. Literaturverzeichnis

Soifer M, Azar NS, Blanco R, et al. Fluorescein CorneoGraphy (FCG): Use of a Repurposed Fluorescein Imaging Technique to Objectively Standardize Corneal Staining. Ocul Surf. 2023;27:77-79.
Bertani R, Ferrarez CE, Perret CM, et al. The Fluorescent Patient: An Unusual Effect of Fluorescein Angiography. Cureus. 2021;13(5):e15011.
Wolffsohn JS, Arita R, Chalmers R, Djalilian A, Dogru M, Dumbleton K, et al. TFOS DEWS II Diagnostic Methodology report. Ocul Surf. 2017;15(3):539-574. PMID: 28736342.