Le virus de la chorioméningite lymphocytaire (lymphocytic choriomeningitis virus; LCMV) est un virus à ARN simple brin classé dans la famille des Arenaviridae, genre Mammarenavirus. Il a été isolé pour la première fois en 1933 par Armstrong et Lillie à partir du liquide céphalorachidien d’un patient lors d’une enquête sur une épidémie d’encéphalite de Saint-Louis1). En 1935, Traub a identifié la souris domestique (Mus musculus) comme hôte naturel1).
Peu après sa découverte, le LCMV a été reconnu comme l’un des principaux virus responsables de la méningite aseptique. Une enquête américaine menée entre 1953 et 1958 a détecté le LCMV chez 58 des 713 cas de maladies neuro-invasives1). Par la suite, des épidémies à grande échelle ont été observées en Allemagne (1968-1971, 47 cas) et aux États-Unis (1973-1974, 181 cas)1).
Ces dernières années, la fréquence des rapports de cas cliniques a diminué, mais la possibilité de cas non diagnostiqués est soulignée. Dans une étude finlandaise (2013-2014), des anticorps IgG anti-LCMV ont été détectés chez 5,0 % des patients atteints de maladies neuro-invasives 1). Dans une étude du sud de l’Irak (2012-2013), l’ARN du LCMV a été identifié dans 5,1 % des échantillons de liquide céphalorachidien 1). La séroprévalence dans la population générale varie de 0,2 à 37,5 % selon les régions 1).
L’infection congénitale à LCMV a été signalée pour la première fois en 1955 au Royaume-Uni, et plus de 82 cas ont été enregistrés dans le monde à ce jour 1). L’hydrocéphalie, les calcifications périventriculaires et la chorio-rétinite sont les trois principales manifestations, et cette infection est importante dans le diagnostic différentiel du syndrome TORCH.
La séroprévalence dans la population générale est rapportée entre 0,2 et 37,5 % selon les régions étudiées. De nombreuses infections sont asymptomatiques ou bénignes et passent inaperçues, et le nombre réel de cas infectés est estimé bien supérieur au nombre de cas rapportés.
Les symptômes diffèrent considérablement entre l’infection acquise et l’infection congénitale.
Environ un tiers des infections sont asymptomatiques1). Lorsque des symptômes apparaissent, ils surviennent 6 à 20 jours après l’exposition et suivent typiquement une évolution biphasique1).
Caron et al. (2023) ont rapporté un cas d’exposition percutanée à la souche Armstrong du LCMV. Sept jours après l’exposition, des maux de tête, une forte douleur oculaire, des vertiges, des nausées et un engourdissement des jambes sont apparus et ont persisté environ 10 jours. Il n’y avait ni fièvre ni vomissements3).
L’évolution clinique complète dure généralement 1 à 3 semaines.
Les symptômes neurologiques et ophtalmologiques sont au premier plan. On observe une microcéphalie, une macrocéphalie, une dilatation ventriculaire, des convulsions, un retard psychomoteur et une choriorétinite.
Infection acquise
Résultats du LCR : augmentation marquée du nombre de cellules (plus élevée que dans les autres méningites virales). Associée à une hypoglycorachie et une légère augmentation des protéines1).
Anomalies sanguines : leucopénie, thrombopénie et légère augmentation des enzymes hépatiques en phase précoce1)2).
Imagerie : l’IRM est souvent normale2)3).
Infection congénitale
Examen du fond d’œil : cicatrices chorio-rétiniennes périphériques et maculaires. Peut être associé à une atrophie du nerf optique.
TDM/IRM cérébrale : calcifications périventriculaires, hydrocéphalie, dilatation ventriculaire, hypoplasie cérébelleuse, agénésie du corps calleux, atrophie cérébrale, etc. 1).
Signes associés : nystagmus, strabisme, microphtalmie, cataracte ont également été rapportés.
La triade hydrocéphalie, calcifications périventriculaires et choriorétinite est observée dans 87,5 % des infections congénitales à LCMV 1).
Les principales manifestations sont des cicatrices choriorétiniennes périphériques et maculaires. Elles peuvent s’accompagner d’atrophie optique, de nystagmus et de strabisme ; rarement, une microphtalmie et une cataracte ont été rapportées. L’atrophie optique et le strabisme ne surviennent que chez les patients présentant des cicatrices choriorétiniennes.
L’hôte naturel du LCMV est la souris domestique (Mus musculus). Lorsqu’elle est infectée in utero, la souris acquiert une tolérance immunitaire et excrète le virus dans sa salive, son urine, ses fèces, son sperme et son lait tout au long de sa vie sans présenter de symptômes 1).
Les principales voies de transmission à l’homme sont les suivantes :
Les hamsters et cobayes de compagnie peuvent également être des sources d’infection. La plupart des infections surviennent en automne et en hiver, lorsque les souris se déplacent à l’intérieur.
| Facteur de risque | Détails |
|---|---|
| Élevage de rongeurs | Hamsters, souris |
| Vie rurale | Les rongeurs se rassemblent dans les zones de stockage d’aliments |
| Travail en laboratoire de recherche | Manipulation d’animaux de laboratoire |
Aux États-Unis, 8 à 47 % des employés d’installations d’élevage de rongeurs étaient séropositifs pour le LCMV1).
Les hamsters de compagnie peuvent être une source d’infection. Plusieurs épidémies passées ont été associées à une exposition aux hamsters. Les femmes enceintes doivent être particulièrement prudentes.
Le diagnostic de confirmation du LCMV repose le plus souvent sur les tests sérologiques. Les anticorps IgM et IgG sont détectés par ELISA et par immunofluorescence indirecte (IFI)1).
L’ARN du LCMV est détecté dans le sang et le liquide céphalorachidien par RT-PCR. Cette méthode est efficace en phase aiguë de la maladie et cible les gènes GPC et N 1). La limite de détection est de 1 à 10 PFU/mL selon la souche virale 1).
Pankovics et al. (2023) ont examiné le liquide céphalorachidien de 74 cas d’infections du SNC en Hongrie sur 12 ans et ont détecté l’ARN du LCMV par RT-PCR dans 2 cas (2,7%). Il s’agissait de la première confirmation moléculaire en Hongrie2).
Il peut être cultivé sur des cellules BHK-21 ou Vero. L’inoculation intracérébrale chez la souris nouveau-née induit une maladie convulsive caractéristique dans les 5 à 7 jours1).
À la naissance, le virus est souvent déjà éliminé. Il est nécessaire de mesurer à la fois les IgM et les IgG dans le sérum de la mère et du nouveau-né. Il faut tenir compte de l’influence des IgG maternelles transmises par voie transplacentaire 1).
Pour le diagnostic différentiel du LCMV congénital, les agents pathogènes TORCH suivants sont importants.
| Diagnostic différentiel | Différence avec le LCMV |
|---|---|
| Cytomégalovirus | Hépatosplénomégalie fréquente (rare dans le LCMV) |
| Toxoplasme | Calcifications intracérébrales disséminées (LCMV périventriculaire) |
| Rubéole | Cardiopathie, cataracte, rétinopathie en grains de sel et poivre |
La toxoplasmose congénitale présente des calcifications cérébrales diffuses, tandis que le LCMV se caractérise par des calcifications périventriculaires 1). Dans l’infection à cytomégalovirus, l’hépatosplénomégalie est au premier plan, alors que dans le LCMV, les signes d’infection systémique sont rares et les manifestations neurologiques prédominent 1).
Il n’existe pas d’antiviral établi 1)2). Le traitement est principalement symptomatique, et la plupart des patients immunocompétents guérissent sans séquelles en 1 à 3 semaines 1). Le taux de mortalité est inférieur à 1 % 1).
L’infection à LCMV après transplantation a un taux de mortalité extrêmement élevé de 71 % 1). Des cas de survie ont été rapportés avec un traitement associant la ribavirine intraveineuse et une réduction des immunosuppresseurs 1). Cependant, des cas de survie sans ribavirine existent, et les preuves d’efficacité sont limitées 1).
Il n’existe pas de traitement établi pour l’infection congénitale à LCMV. Un suivi à long terme multidisciplinaire impliquant ophtalmologiste, neurologue, kinésithérapeute et ergothérapeute est nécessaire.
Le LCMV est un virus enveloppé de 110 à 130 nm de diamètre, avec un génome composé de deux segments d’ARN ambisens (S et L) 1). Le segment S code la nucléoprotéine (NP) et le précurseur de la glycoprotéine d’enveloppe (GPC), tandis que le segment L code la protéine de liaison au zinc de la matrice (Z) et l’ARN polymérase ARN-dépendante (RdRp) 1). La présence de granules ribosomaux ressemblant à du sable à l’intérieur des particules virales est à l’origine du nom « aréna » (arena = sable) 1).
Le virus est inhalé sous forme d’aérosol, se dépose dans le parenchyme pulmonaire, puis se propage dans tout l’organisme par la circulation sanguine. Le LCMV a une affinité pour les neuroblastes et se multiplie dans les méninges, le plexus choroïde et l’épendyme des ventricules cérébraux. Les lésions tissulaires ne sont pas dues à un effet cytopathique direct du virus, mais principalement à l’inflammation provoquée par la réponse immunitaire à médiation cellulaire T de l’hôte.
À partir de la virémie maternelle, l’infection se transmet au fœtus par voie transplacentaire 1). La région périventriculaire du cerveau fœtal contient de nombreux neuroblastes en division active, et le LCMV montre une forte affinité pour cette région. Cela explique la distribution des calcifications périventriculaires 1). De plus, l’infection par le LCMV perturbe la migration neuronale et provoque des anomalies de la gyration cérébrale 1).
La macrocéphalie est due à une occlusion du système ventriculaire par inflammation de l’aqueduc cérébral, tandis que la microcéphalie résulte d’une destruction du tissu cérébral à médiation immunitaire et virale.
Sur la base d’analyses phylogénétiques, le LCMV est classé en quatre lignées génétiques (lignées I à IV) 1). La lignée I comprend les souches classiques Armstrong et WE des États-Unis, ainsi que des souches de France, d’Allemagne et de Slovaquie. La lignée II est constituée uniquement de souches européennes 1). Deux souches détectées en Hongrie en 2020 appartiennent respectivement aux lignées I et II, ce qui exclut une source d’infection commune 2).
Les lignées I à III ont toutes été associées à des maladies graves chez l’homme. On sait que la souche Armstrong et la souche mutante Clone-13, avec seulement 5 nucléotides (3 acides aminés) de différence, présentent des phénotypes complètement différents : infection aiguë versus infection chronique1).
Actuellement, le repositionnement de plusieurs médicaments existants est à l’étude1).
Le favipiravir (T-705) est un inhibiteur de l’ARN polymérase ARN-dépendante (RdRp) qui a montré une excellente efficacité contre l’infection aiguë disséminée par le LCMV dans un modèle murin. Administré précocement à des souris NZB infectées par une faible dose de LCMV-Clone 13, il a entraîné une mortalité de 0 % et une charge virale indétectable dans la plupart des organes1).
L’umifénovir (Arbidol) est un acide indolylcarboxylique utilisé comme traitement antigrippal qui a inhibé in vitro la réplication de plusieurs arénavirus, dont le LCMV1).
Wan et al. (2020) ont identifié, lors d’un criblage de 63 médicaments approuvés par la FDA, cinq composés ayant une activité inhibitrice contre le LCMV : le bénidipine (inhibiteur d’entrée), l’acide mycophénolique, le lapatinib et le dabrafénib (inhibiteurs de réplication), et la clofazimine (double mécanisme)1).
Certains anticorps monoclonaux humains spécifiques au virus de Lassa montrent une réaction croisée avec le complexe glycoprotéique du LCMV in vitro. Sur la base de leur efficacité à 100% contre la fièvre de Lassa chez le modèle simien, le développement d’une thérapie par anticorps spécifiques au LCMV est attendu 1).
Le LCMV recombinant (rLCMV) génétiquement modifié est étudié comme candidat vecteur vaccinal. Un vecteur rLCMV non réplicatif dérivé de Clone 13 induit en toute sécurité des cellules T CD8+ multifonctionnelles chez des souris immunodéficientes et est éliminé en moins de 7 jours 1). De plus, un vaccin anticancéreux thérapeutique à base de LCMV exprimant les protéines tumorales E7E6 du HPV-16 a montré un effet de contrôle tumoral dans un modèle murin 1).
